Иммунофенотипические различия и остеобластная дифференцировка стволовых клеток жировой ткани

Авторы

  • Е. Г. Учасова ФГБНУ «Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний»
  • Ю. А. Дылева ФГБНУ «Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний», г. Кемерово
  • Е. В. Белик ФГБНУ «Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний»
  • О. В. Груздева ФГБНУ «Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний», г. Кемерово

DOI:

https://doi.org/10.34687/2219-8202.JAD.2023.02.0001

Ключевые слова:

стволовые клетки жировой ткани, остеогенная дифференцировка, иммунофенотип, гены остеогенеза.

Аннотация

Благодаря набору уникальных свойств, например, способность дифференцироваться в различные типы клеток соединительной ткани мезенхимальные стволовые клетки привлекают все больше внимание исследователей. До настоящего времени большое число работ было посвящено изучению мезенхимальных клеток костного мозга. Однако не так давно в стромально-васкулярной фракции жировой ткани также обнаружили стволовые клетки, но в отличие от мезенхимальных клеток костного мозга они демонстрируют более высокую плотность в ткани, быстрее растут и доступны в большом количестве при сборе из небольшого объема жировой ткани. В результате в последнее время стволовые клетки жировой ткани становятся все более привлекательной и альтернативной популяцией мультипотентных клеток для исследования и для тканевой заместительной терапии. В этом обзоре мы подробно расскажем об иммунофенотепических особенностях мезенхимальных стволовых клетках жировой ткани, об влияние локализации и возраста на пролиферацию и дифференцировку стволовых клеток жировой ткани. Подробно остановимся на дифференцировке стволовых клеток в остеогенном направлении, как и по каким сигнальным путям, она идет, и какие факторы на нее влияют.

Скачивания

Данные скачивания пока недоступны.

Библиографические ссылки

Zuk P.A., Zhu M., Mizuno H., Huang J., Katz A.J., Benhaim P., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies Tissue Eng. 2001; 7: 211–228. doi: 10.3389/fcell.2020.00561

Robert A.W, Marcon B.H, Dallagiovanna B., Shigunov P. Adipogenesis, Osteogenesis, and Chondrogenesis of Human Mesenchymal Stem/Stromal Cells: A Comparative Transcriptome Approach. Front Cell Dev Biol. 2020; 8: 561. doi: 0.1016/j.jcyt.2013.02.006

Bourin P., Bunnell B. A., Casteilla L., Dominici M., Katz A.J., March K.L., et al. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and culture expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Federation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the international So. Cytotherapy. 2013; 15: 641–648. doi: 10.1080/2000656X.2020.1772799.

Bucan A., Dhumale P., Jørgensen M. G., Dalaei F., Wiinholt A., Hansen C.R., et al. Comparison between stromal vascular fraction and adipose derived stem cells in a mouse lymphedema model. J of Plast Surg and Hand Surg. 2020; 54 (5): 302-311. doi: 10.1080/2000656X.2020.1772799.

Krawczenko A., Klimczak A. Adipose Tissue-Derived Mesenchymal Stem/Stromal Cells and Their Contribution to Angiogenic Processes in Tissue Regeneration. Int J Mol Sci. 2022; 23 (5): 2425. doi: 10.3390/ijms23052425.

Mitchell J.B., Mcintosh K., Zvonic S., Garrett S. Floyd Z.E., Kloster A., et al. Immunophenotype of Human Adipose-Derived Cells: Temporal Changes in Stromal-Associated and Stem Cell–Associated Markers Stem Cells. 2006; 24 (2): 376-85. doi:10.1634/stemcells.2005-0234

Götherström, C., Walther-Jallow, L. Stem Cell Therapy as a Treatment for Osteogenesis Imperfecta. Curr Osteoporos Rep. 2020; 18: 337–343. doi: 10.1007/s11914-020-00594-3.

Mohamed-Ahmed S., Fristad I., Lie S.A., Suliman S., Mustafa K., Vindenes H., et al. Adipose-derived and bone marrow mesenchymal stem cells: a donor-matched comparison. Stem Cell Res Ther. 2018; 9(1): 168. doi: 10.1186/s13287-018-0914-1.

Dubey N.K., Mishra V.K., Dubey R., Deng Y.H., Tsai F.C., Deng W.P. Revisiting the Advances in Isolation, Characterization and Secretome of Adipose-Derived Stromal/Stem Cells. Int J Mol Sci. 2018; 19(8): 2200. doi:10.3390/ijms19082200.

Dykstra J.A., Facile T., Patrick R.J., Francis K.R., Milanovich S., Weimer J.M., et al. Concise Review: Fat and Furious: Harnessing the Full Potential of Adipose-Derived Stromal Vascular Fraction. Stem Cells Transl Med. 2017; 6(4): 1096–108. doi:10.1002/sctm.16-0337.

Silva K.R, Baptista L.S. Adipose-derived stromal/stem cells from different adipose depots in obesity development. World J Stem Cells. 2019; 11(3): 147-66. doi:10.4252/wjsc.v11.i3.147.

Tang Y., Pan Z.Y., Zou Y., He Y., Yang P.Y., Tang Q.Q., et al. A comparative assessment of adipose-derived stem cells from subcutaneous and visceral fat as a potential cell source for knee osteoarthritis treatment. J Cell Mol Med. 2017; 21(9): 2153–62. doi:10.1111/jcmm.13138.

Baglioni S., Cantini G., Poli G., Francalanci M., Squecco R., Di Franco A., et al. Functional differences in visceral and subcutaneous fat pads originate from differences in the adipose stem cell. PLoS One. 2012; 7:e36569. doi:10.1371/journal.pone.0036569.

Schipper B. M. Regional Anatomic and Age Effects on Cell Function of Human Adipose-Derived Stem Cells. Ann Plast Surg. 2008; 60 (5): 538-44. doi: 10.1097/SAP.0b013e3181723bbe.

Lin G., Garcia M., Ning H., Banie L., Guo Y.L., Lue T.F., et al. Defining stem and progenitor cells within adipose tissue. Stem Cells Dev. 2008; 17: 1053–63. doi:10.1089/scd.2008.0117.

Hardy W.R., Moldovan N.I., Moldovan L., Livak K.J., Datta K., Goswami C., et al. Transcriptional Networks in Single Perivascular Cells Sorted from Human Adipose Tissue Reveal a Hierarchy of Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells. 2017; 35: 1273–89. doi:10.1002/stem.2599

Nagata H., Ii M., Kohbayashi E., Hoshiga M., Guo Y.L., Lue T.F., et al. Cardiac Adipose-Derived Stem Cells Exhibit High Differentiation Potential to Cardiovascular Cells in C57BL/6 Mice. Stem Cells Transl Med. 2016; 5: 141–51. doi:10.5966/sctm.2015-0083

Wystrychowski W., Patlolla B., Zhuge Y., Neofytou E., Robbins R.C., Beygui R.E., et al. Multipotency and cardiomyogenic potential of human adipose-derived stem cells from epicardium, pericardium, and omentum. Stem Cell Res Ther. 2016; 7: 84. doi:10.1186/s13287-016-0343-y.

Wang X., Zhang H., Nie L., Xu L., Chen M., Ding Z. Myogenic differentiation and reparative activity of stromal cells derived from pericardial adipose in comparison to subcutaneous origin. Stem Cell Res Ther. 2014; 5: 92. doi:10.1186/scrt481.

Ni H., Zhao Y., Ji Y., Shen J., Xiang M., Xie Y. Adipose-derived stem cells contribute to cardiovascular remodeling Aging. 2019; 11 (23): 11756—11769. doi:10.18632/aging.102491.

Kawagishi-Hotta M., Hasegawa S., Igarashi T., Yamada T., Takahashi M., Numata S, et al. Enhancement of individual differences in proliferation and differentiation potentials of aged human adipose-derived stem cells. Regen Ther 2017; 6: 29-40. doi:10.1016/j.reth.2016.12.004.

Ciuffi S., Zonefrat R., Brandi M.L. Adipose stem cells for bone tissue repair Clin Cases Miner Bone Metab. 2017; 14(2): 217-226. doi:10.11138/ccmbm/2017.14.1.217.

Wu W., Niklason L, Steinbacher D. M. The effect of age on human adipose-derived stem cells. Plast Reconstr Surg. 2013; 131(1): 27-37. doi:10.1097/PRS.0b013e3182729cfc.

Mancini O. K., Shum-Tim D., Stochaj U., Correa J. A., Colmegna I. Age, atherosclerosis and type 2 diabetes reduce human mesenchymal stromal cell-mediated T-cell suppression. Stem Cell Res Ther. 2015; 6 (1): 140. doi:10.1186/s13287-015-0127-9.

Hanna H., Mir L. M, Andre F. M. In vitro osteoblastic differentiation of mesenchymal stem cells generates cell layers with distinct properties. Stem Cell Res Ther. 2018; 9 (1): 203. doi:10.1186/s13287-018-0942-x.

Grottkau B. E., Lin Y. Osteogenesis of Adipose-Derived Stem Cells Bone Res. 2013; 1(2): 133–145. doi:10.4248/BR201302003

Zhou N., Li Qi, Lin X., Hu N., Datta K., Goswami C., et al. BMP2 induces chondrogenic differentiation, osteogenic differentiation and endochondral ossification in stem cells. Cell Tissue Res. 2016; 366 (1): 101-11. doi:10.1007/s00441-016-2403-0.

Rogers M. B., Shah T. A, Shaikh N. N. Turning Bone Morphogenetic Protein 2 (BMP2) on and off in Mesenchymal Cells J Cell Biochem. 2015; 116 (10): 2127-38. doi:10.1002/jcb.25164.

Liu L., Wang Y., Yan R., Liang L. BMP-7 inhibits renal fibrosis in diabetic nephropathy via miR-21 downregulation Life Sci. 2019; 238:116957. doi:10.1016/j.lfs.2019.116957.

Narasimhulu C. A., Singla D. K. The Role of Bone Morphogenetic Protein 7 (BMP-7) in Inflammation in Heart Diseases Cells. 2020; 9 (2): 280. doi:10.3390/cells9020280.

Heldin C.H., Miyazono K., ten Dijke P. TGF-beta signalling from cell membrane to nucleus through SMAD proteins. Nature. 1997; 390: 465–71. doi:10.1038/37284.

Nakashima K., Zhou X., Kunkel G., Zhang Z., Deng J.M., Behringer R.R. et al. The novel zinc finger-containing transcription factor osterix is required for osteoblast differentiation and bone formation. Cell. 2002; 108(1): 17–29. doi:10.1016/s0092-8674(01)00622-5.

Holleville N., Mateos S., Bontoux M., Bollerot K., Monsoro-Burq A.H. Dlx5 drives Runx2 expression and osteogenic differentiation in developing cranial suture mesenchyme. Dev Biol. 2007; 304(2): 860–874. doi:10.1016/j.ydbio.2007.01.003.

Hagh M. F., Noruzinia M., Mortazavi Y., Soleimani M., Kaviani S., Abroun S., et al. Different Methylation Patterns of RUNX2, OSX, DLX5 and BSP in Osteoblastic Differentiation of Mesenchymal Stem Cells. Spring. 2015; 17(1): 71-82. doi: 10.22074/cellj.2015.513.

Clara J.A., Monge C., Yang Y. Takebe N. Targeting signalling pathways and the immune microenvironment of cancer stem cells — a clinical update. Nat Rev Clin Oncol. 2020; 17: 204–232. doi:10.1038/s41571-019-0293-2

Chillakuri C.R., Sheppard D., Lea S.M., Handford P.A. Notch receptor-ligand binding and activation: insights from molecular studies. Semin Cell Dev Biol. 2012; 23: 421–428. DOI: 10.1016/j.semcdb.2012.01.009.

Sprinzak D., Blacklow S.C. Biophysics of Notch Signaling. Annu Rev Biophys. 2021; 50: 157-189. doi: 10.1146/annurev-biophys-101920-082204.

Matsuno K. Notch signaling. Dev Growth Differ. 2020; 62 (1):3. doi:10.1111/dgd.12642.

Liu P., Ping Y., Ma M., Zhang D., Liu C, Zaidi S, et al. Anabolic actions of Notch on mature bone. Proc Natl Acad Sci. 2016; 113 (15): 2152–61. doi: 610.1073/pnas.1603399113.

Liao J., Wei Q., Zou Y., Fan J., Song D., Cui J., et al. Notch Signaling Augments BMP9-Induced Bone Formation by Promoting the Osteogenesis-Angiogenesis Coupling Process in Mesenchymal Stem Cells (MSCs). Cell Physiol Biochem. 2017; 41(5): 1905-23. doi: 10.1159/000471945.

Cui J, Zhang W, Huang E., Liao J., Li R., et al. BMP9-induced osteoblastic differentiation requires functional Notch signaling in mesenchymal stem cells. Lab Invest. 2019; 99(1):58–71. doi: 10.1038/s41374-018-0087-7

Tauer J.T, Robinson M.E., Rauch F. Osteogenesis imperfecta: new perspectives from clinical and translational research. JBMR Plus. 2019; 3(8): e10174. doi: :10.1002/jbm4.10174

Zhang Y., Cheng N., Miron R., Shi B., Cheng X.Т. Delivery of PDGF-B and BMP-7 by mesoporous bioglass/silk fibrin scaffolds for the repair of osteoporotic defects Biomaterials. 2012; 33(28): 6698-708. doi: /10.1016/j.biomaterials.2012.06.021.

Kveiborg M., Rattan S. I. S., Clark B. F. C., Eriksen E. F., Kassem M. Treatment with 1,25-dihydroxyvitamin D3 reduces impairment of human osteoblast functions during cellular aging in culture. Journal of Cellular Physiology. 2001; 186(2): 298–306. doi: 10.1002/1097-4652(200002)186:2<298::aid-jcp1030>3.0.co;2-h

Posa F., Benedetto A. D, Colaianni G., Cavalcanti-Adam E. A., Porro C., Trotta T. et al. Vitamin D Effects on Osteoblastic Differentiation of Mesenchymal Stem Cells from Dental Tissues Stem Cells Int. 2016; 9150819. doi:10.1155/2016/9150819.

Mohyeldin A., Garzon‐Muvdi T., Quinones‐Hinojosa A. Oxygen in stem cell biology: a critical component of the stem cell niche. Cell 2010; 7, 150–161. doi: 10.1016/j.stem.2010.07.007.

Lee J.H., Kemp D.M. Human adipose‐derived stem cells display myogenic potential and perturbed function in hypoxic conditions. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2006; 341: 882–888. doi: 10.1016/j.bbrc.2006.01.038.

Hung S.P., Ho J.H., Shih Y.R., Lo T. et al. Hypoxia promotes proliferation and osteogenic differentiation potentials of human mesenchymal stem cells. J Orthop. Res. 2012; 30: 260–66. doi: 10.1002/jor.21517

Tamama K., Kawasaki H., Kerpedjieva S.S., Guan J. Differential roles of hypoxia inducible factor subunits in multipotential stromal cells under hypoxic condition. J Cell Biochem. 2011; 112, 804–17. doi: 10.1002/jcb.22961

Загрузки

Опубликован

2023-06-04

Как цитировать

Учасова Е. Г., Дылева Ю. А., Белик Е. В., Груздева О. В. Иммунофенотипические различия и остеобластная дифференцировка стволовых клеток жировой ткани // Атеросклероз и Дислипидемии. 2023. Т. № 2 (51). СС. 7–17.

Выпуск

Раздел

Обзоры